СОДЕРЖАНИЕ И КУЛЬТИВИРОВАНИЕ НЕКОТОРЫХ ПОЧВЕННЫХ БЕСПОЗВОНОЧНЫХ-САПРОФАГОВ В ЛАБОРАТОРИИ

Б. Р. Сгприганова

Наблюдения за особенностями питания и ростом почвенных бес­позвоночных и различные экспериментальные исследования тре­буют длительного содержания и даже культивирования живот­ных в лабораторных условиях.

Дождевые черви. Из дождевых червей в культуре содержали компостного червя Eisenia foetida, который легко размножается в лабораторных условиях Методы культивирования компостно­го червя были разработаны О. Граффом (см. Brauns, 1968)

Червей содержали в кубических деревянных ящичках со стенками длиной 25 см. На дне были проделаны маленькие от­верстия для увлажнения почвы и субстрата снизу. Ящички за­полнялись на 2 :м грубым песком. Сверху песок покрывали сло­ем соломенной сечки и просеянной садовой землей или лесным перегноем, которые заполняли ящичек на */₃ глубины. Сверху на почву помещали слой свежего навоза (коровьего, конского или свиного) и в него вносили около сотни взрослых червей.

128

При повышенной плотности взрослые черви могут уничтожить свое потомство. Необходимо следить, чтобы вместе с навозом не попали в ящички яйца двукрылых и других насекомых, развива* ющихся в навозе, личинки которых могут нанести ущерб дожде­вым червям.

Энхитреиды Энхитреид можно длительное время содержать в лабораторных условиях большими группами в деревянных ящиках с перегноем. Ящики закрывают сверху и 1—2 раза в месяц перегной слегка увлажняют. Оптимальные температуры для содержания энхитреид 17—18°.

При культивировании энхитреид хорошей средой является также гомогенизированный грубый гумус из елового леса. Для приготовления этого субстрата грубый гумус высушивают при 50°С, растирают в ступке и просеивают через сито с отверсти­ями 2 мм ГО г воздушно-сухого материала помещают в стаканы емкостью 150 мл. Влажность субстрата должна составлять 50— 96% от полной влагоемкости. Периодическое увлажнение произ­водится дважды в неделю В эти сосуды помещают по 10 энхит­реид. Животные хорошо растут и размножаются на этой среде (Abrahamsen, 1971). Энхитреид можно культивировать также на агаре в чашках Петри. Предварительно на этой среде выра­щивают бактериальные или грибные пленки. Когда пленки пок­роют всю поверхность агара, туда помещают энхитреид по одно­му экземпляру, а через месяц их пересаживают в другую чашку со свежей культурой. Этот способ используется в исследованиях пищевой специализации энхитреид и позволяет контролировать их рост ц развитие при разных сочетаниях грибных и бактери­альных культур.

Нематоды Свободноживущих почвенных нематод можно культивировать в нестерильных условиях на эмпирически подоб­ранных питательных средах или бактериальных и грибных культурах.

Среди бактериальных культур для разведения нематод были успешно использованы Bacillus megaterium, В. cereus, Escheri­chia coli, Flavobacterium, Pseudomonas maltophila, а также дрожжи Sachharomyces cerevisiae, Proteus vulgaris и P. zymosi- phitus (Drobkin, 1966; Sohlenius, 1968 a, 6).

Для культивирования нематод в качестве пищевого субстрата рекомендуются также различные грибы — плесени, шампиньоны, микоризы, морские грибы. Нематоды проявляют четкую избира­тельность в отношении вида грибов. В обзорной статье Н. А. Кос- тюк (1971) приведены данные по видовому составу грибов, ко­торые используются для разведения отдельных видов свободно-

5 Заказ № 4572

129

живущих нематод, а также некоторых неспециализированных фитопаразитов. Грибные культуры выращивают на таких субст­ратах, как сусло-агар, картофельный агар с глюкозой и сахаро­зой, кукурузный и мясо-пептониый агар. Вносить животных ре­комендуется тогда, когда вся поверхность субстрата покроется грибной пленкой. При длительном культивировании не реже од­ного раза в месяц следует переносить животных в чашки со свежей питательной средой.

Мокрицы. Мокриц можно содержать большими группами в стеклянных банках или кристаллизаторах с почвой (или песком) и листовым опадом, взятым из тех же местообитаний, где были собраны животные. Мокрицы питаются разла-гающейся листвой и сильно разрушенной древесиной. Вместе с растительными тка­нями .они захватывают частички минерального грунта и экзувии, остающиеся после линьки, восполняя тем саМым потребность в соединениях кальция (Striganova,1967). Поэтому при длитель­ном содержании этих животных в лаборатории им необходим минеральный субстрат. В случае его отсутствия у мокриц учаща­ются случаи каннибализма и они могут уничтожить все появляю­щееся потомство.

Мокрицы не очень чувствительны к перепадам влажности среды и хуже переносят избыток влаги, чем ее недостаток. В при­родных условиях при пересыхании почвы они переходят от сапро- фагии к фитофагии и питаются корнями и надземными сочными частями травянистых растений, чтобы восполнить недостаток влаги (Гиляров, 1970). В лабораторных культурах при недоста­точной влажности листового опада мокрицы охотно питаются кусочками моркови, картофеля, яблок. При увлажнении сосудов с мокрицами нужно следить за тем, чтобы на опаде не было ка­пельной влаги, и увлажнять лишь йоверхность почвы или песка не .чаще одного раза в неделю. В сосуде следует постоянно дер­жать ломтики моркови или картофеля и менять их через 1— 2 дня. Мокрицы потребляют эти сочные ткани и при достаточной влажности, восполняя потребность в витаминах и сахарах. Ра­стительный опад нужно менять один раз в 7—10 дней и убирать несъеденные остатки и накопившиеся экскременты. Сосуды с животными закрывают стеклом и ежедневно проветривают. Оп­тимальные температуры для содержания мокриц в лаборатории 18—22°.

Диплоподы. Правила содержания диплопод и мокриц в лабо­ратории во многом сходны. Диплопод содержат также большими группами в стеклянных сосудах с почвой и листовым опадом. Однако в лабораторных условиях многие виды не размножаются и не линяют. Это объясняется, по-видимому, их высокой чувстви­тельностью к температурному режиму. Длительное содержание в лаборатории при постоянной температуре уже через б—7 не­дель приводит к заметному снижению пищевой активности дип- 130

лопод. При этом животные могут продолжать жить и питаться еще несколько месяцев, но заметно теряют в весе. При количе­ственных определениях показателей пищевой активности у дип­лопод рекомендуется поэтому использовать животных, содержа­щихся в лаборатории не более двух недель. Менее чувствитель­ны к постоянной температуре молодые особи, которые дольше, чем взрослые, активно питаются и линяют.

При содержании и разведении диплопод в лаборатории сле­дует регулировать их плотность в сосудах в расчете на площадь дна. С?пткмальные уровни плотности существенно отличаются у разных видов, что определяется характером их распределения в природных условиях. Для таких видов, как A. continentalis, Pachyiulus foetidissimus (Mur.), P. flavipes (C. L. Koch), харак­терно агрегированное распределение (Стриганова, 1969, 1971). В лабораторных сосудах они могут нормально питаться и расти при высокой плотности. При одиночном содержании скорость потребления пищи у них снижается в 2—3 раза и при этом на-б- людается потеря .веса. В сосудах эти кивсяки обычно наползают друг на друга и при большой площади дна ойи концентрируются в одном ограниченном участке. В кристаллизаторах с диаметром дна 20—22 см рекомендуется содержать по 200—300 особей A. continentalis и по 50—100 представителей крупных видов из рода Pachyiulus.

Такие диплоподы, как разные виды Polydesmus, Chromatoiu- lus, Julus colchicus L., Schizophyllum caspium Lohmander, Unci- ger foetidus (C. L. Koch) и др., распределяются в лесной под­стилке более равномерно. В опытных сосудах они также равно­мерно распределяются по всей площади дна. В кристаллизаторы с диаметром 20—22 см следует помещать не более 50 особей этих

5*

131

видов, чтобы диплоподы не касались друг Друга при передвиже­ниях в растительном опаде.

Личинки насекомых. Среди почвообитающих личинок жестко­крылых и двукрылых имеется большое количество сапрофагов и форм со смешанным питанием. Они хорошо переносят, как пра­вило, содержание в лабораторных условиях и нормально разви­ваются от яйца до имаго.

У многих почвенных насекомых яйца в период эмбрионально­го развития абсорбируют воду. Развитие их протекает лишь при условии непосредственного контакта с влагой. Поэтому при вы­ведении личинок яйца следует помещать на фильтровальную бу­магу, один конец которой погружен в воду. Воду и фильтроваль­ную бумагу нужно менять через каждые 3—5 дней, для пре­дотвращения развития плесневых грибов.

Личинок жесткокрылых рекомендуется держать в закрытых стеклянных пробирках (химических или гистологических), либо в почвенных стаканчиках с песком и тем субстратом, в котором они обитают в природных условиях (почва, богатая органикой, перегной, разрушенная древесина, мох, детрит, листовой и хвой­ный опад, высшие грибы, грибные и бактериальные пленки). Предпочтительнее одиночное содержание личинок, так как они нередко поедают или ранят друг друга, хотя и не являются хищ­никами. Пищевой субстрат сменяют через каждые 5—7 дней. В эти же промежутки увлажняют и песок через стеклянную тру­бочку, опущенную почти до дна сосуда. При выведении личинок, обитающих в относительно сухой древесной трухе иди на поверх­ности почвы, песок нужно увлажнять не чаще двух раз в месяц. При этом поверхность субстрата, в котором живут личинки, пок­рывают смоченной в воде и хорошо выжатой ватой для поддер­жания влажности воздуха в сосуде около 100% (Стриганова, 1966). .

У некоторых личинок жуков в разных возрастах требования к влажности среды резко изменяются. Например, у представите­лей Alleculidae, рзавивающихся в древесной трухе (Pseudocistela, Prionychus), личинки всех возрастов, кроме последнего, питают­ся почти воздушно-сухой трухой и гибнут при малейшем переув­лажнении. Перед окукливанием эти личинки опускаются в более сырые участки пней или стволов деревьев. При выведении в со­судах они опускаются в нижний слой трухи, касающийся сырого песка. Личинки уплотняют частички древесины вокруг себя и в этих колыбельках окукливаются. При выведении личинок Al­leculidae в пробирках слой древесной трухи должен иметь тол­щину не менее 5—6 см для поддержания определенного градиен­та влажности.

Для получения яиц щелкунов большие партии взрослых жу­ков помещают в садки с небольшим количеством почвы и ветка­ми с зелеными листьями либо стеблями кукурузы и других зла­ков. Отложенные яйца выбирают из почвы, просеивая ее через

132

сито с мелкими отверстиями (0,25 мм). Яйца стерилизуют ра­створом гипохлорита натрия и помещают в сосуды с влаж­ной почвой или фильтровальной бумагой для выведения личи­нок.

Личинок щелкунов рекомендуется ВЫВОДИТЬ |В химических пробирках или гистологических стаканчиках с увлажненным песком либо стерилизованной почвой. В качестве пищи исполь­зуются проросшие зерна пшеницы или ячменя (Космцчевский, 1958; Долин, 1964; Girardeau, 1974). Песок и корм требуется сменять через 3—6 дней. Личинок хрущей содержат в.стеклян­ных банках емкостью 1—3 л небольшими группами. В лабора­тории они охотно питаются корнями травянистых растений либо морковью (Космачевский, 1958). Личинки многих жуков хоро­шо развиваются при комнатной температуре.

Многие личинки жуков, питающиеся живыми или разлагаю­щимися растительными тканями, в старших возрастах нуждают­ся в белковой пище. При выведении в лаборатории на одной ра­стительной пище они не окукливаются и погибают. Поэтому ли­чинкам таких групп жесткокрылых, как щелкуны, пыльцееды, некоторые чернотелки, необходимо наряду с обычным кормом давать перед окукливанием и животную пищу — кусочки дожде­вых червей, энхитреид, личинок долгоносиков или вареный белок куриного яйца. *' _z

Куколок жесткокрылых можно держать в чашках Петри на влажной фильтровальной бумаге или во влажной почвр. Во вто­ром случае следует делать пещерку, уплотняя почвенные ча­стицы.

Среди личинок двукрылых, питающихся растительными остат­ками, многие группы легко выводятся в лаборатории. Например, личинок типулид и бибионид можно воспитывать большими группами в закрытых стеклянных банках или кристаллизаторах, с почвой и листовым опадом. Эти личинки легко переносят боль­шие перепады влажности среды, но при наличии капельной вла­ги на листве они прекращают питание. Опад нужно менять через Каждые 3—5 дней и при этом убирать несъеденные остатки и эк­скременты. Почву следует увлажнять 1—2 раза в месяц. Личин­ки типулид и бибионид скелетируют листья и поедают мелкие листовые жилки. Центральные жилки и черешки лисрьев они оставляют. В периоды пищевой активности личинки типулид рас­пределяются по всему слою лесной подстилки, а личинки бибио­нид постоянно остаются на поверхности почвы или в её верхнем слое и питаются листовыми тканями, непосредственно соприка­сающимися с почвой. При выведении в лаборатории больших групп личинок типулид следует постоянно поддерживать толщи­ну слоя растительного опада не менее 5 см. Для личинок бибио­нид важнее не объем подстилки, а площадь поверхности почвы, соприкасающейся с опадом. При выведении этих личинок в ла­боратории в стеклянных сосудах уровень плотности бибионид на

133

площадь Дна должен соответствовать тому, что наблюдается в природных условиях. Эти насекомые одинаково чувствительны и к слишком низкой и к завышенной плотности, что заметно отра­жается на их пищевой активности и темпах роста. Личинок типу- лид и бибионид рекомендуется кормить смесью листового опада 4—5 пород, сочетая листву хрупких и твердых пород.

Воспитание личинок следует проводить при температурах, не превышающих 25°. При более высоких температурах они быст­рее окукливаются и линяют на имаго, но не достигают веса, ха­рактерного для личинок старших возрастов, развивающихся в природных условиях.

Специфические методы культивирования разработаны для микроартропод. Многие виды клещей и коллембол хорошо пере­носят лабораторные условия, и их можно культивировать боль­шими группами в течение многих поколений. Для всех видов микроартропод, разводимых в лаборатории, характерна высокая чувствительность к влажности среды, что должно учитываться при выборе субстрата для их содержания и поддержания гидро­термического режима в сосудах с культурами.

Коллемболы. В литературе описаны методы группового и индивидуального культивирования коллембол (Gatho, 1961; Pe­tersen, 1971). Их выращивают в стеклянных или пластиковых бюксах с толстым слоем гинса на дне. Рекомендуется смешивать гицс с углем в отношении 9: 1 для создания темной окраски суб­страта, имитирующего почву. Смесь гипса с углем заливается во­дой и полужидкой массой заполняют нижнюю часть бюкса. Тол­щина гипсового слоя должна быть не менее 1 см. Гипсовый слой следует регулярно увлажнять несколькими каплями воды для поддержания относительной влажности воздуха на уровне 100%. Коллембол кормят культурами разных видов грибов и дрожжей. В большинстве случаев в качертве корма используются виды, выделенные из почвы, взятой в тех же участках, что и коллем­болы. Грибы и дрожжи выращиваются на агаре или растворе биомальца, а затем грибные пленки переносят на поверхность влажного гипсового слоя стерилизованной стеклянной палочкой. Корм в бюксах надо менять раз в 5—7 дней. При этом рекомен­дуется промывать несколькими каплями дистиллированной воды те места на поверхности гипса, где находились грибы и дрожжи. Избыточную влагу убирать фильтровальной бумагой. Бюксы за­крывают стеклянными крышками. Культуры коллембол следует проверять, увлажнять и проветривать не реже 2 раз в неделю. При длительном культивировании нужно регулировать численность животных в сосудах. Различные авторы рекомендуют содержать культуры коллембол при разных температурах — от 15 до 22°.

Для регулярных наблюдений за ростом и развитием отдель­ных особей Петерсен (Petersen, 1971) предложил модификацию метода лабораторной культуры: в бюкс с еще незатвердевшей смесью гипса с углем вставляют стеклянную трубочку диаметром 134 8 мм, длиной 42 мм так, что она почти касается нижним концом дна бюкса. Трубку заполняют этой же гипсовой смесью, оставляя сверху 1 см свободного пространства. Трубку закрывают сверху резиновой пробкой. В нее помещают коллембол по 1—4 экз. и пищевой субстрат в количестве не более 0,5 мг, который перено­сят стерилизованной иглой. Смена пищевого субстрата и провет­ривание трубки проводится 1—2 раза в неделю. Воду для увлажнения среды наливают на поверхность гипса у краев бюкса. Влага Пропитывает весь гипсовый слой и поступает в трубку сни­зу. Петерсеном было успешно осуществлено индивидуальное культивирование коллембол'Onychiurus furcifer при кормлении их дрожжами Candida sp., выращенными на агаре.

Панцирные клещи. Для культивирования арибатид также ре­комендуются сосуды с гипсовым слоем, значение которого за­ключается преимущественно в регуляции режима влажности внут­ри сосуда. Величина сосудов определяется размерами и числен­ностью животных в культурах. Для разведения орибатид боль­шими группами — до 1000 экз. предлагаются стеклянные трубки диаметром 3—4 см, один конец которых залит слоем гипса тол­щиной 1,5—2 см. Другой конец трубки закрывается ватной проб­кой. В стенке трубки оставляют отверстие, затянутое мельнич­ным газом для аэрации, увлажнение'гипса производится снизу (Ситникова, 1959). Клещей можно культивировйть также в стек­лянных бюксах диаметром 5 см, высотой 2 см со смесью гипса и угля на дне. Бюксы закрывают сверху либо целлофаном, либо несколькими слоями фильтровальной бумаги, и ежедневно увлажняют поверхность гипса (Bhattacharrya, 1962; Jalil, 1972). Пищей в таких культурах служат разлагающиеся растительные остатки (гнилая древесина, опад), кусочки коры, обросшие мхом, ломтики картофеля, грибы, развивающиеся на растительных остатках. Пищу следует менять не реже чем через 2—3 дня.

Метод индивидуального культивирования орибатид был раз­работан Майклом (Michael, 1884—1888), сконструировавшим ма­ленькие стеклянные камеры размером 1,5—2X0,9 см, дном кото­рых является предметное стекло. Позже появились различные мо­дификации камеры Майкла — восковые камеры Шульца (размер 4X1,5 см) и гипсовые камеры Паули (2X2X1 см). Камеры с ма-. териалом закрывают покровными стеклами и помещают в экси­катор, в котором поддерживается 100%-ная влажность воздуха. Аэрация камер осуществляется либо через отверстия в стенках, либо путем ежедневного проветривания. В камеры помещают растительные остатки либо культуры грибов для питания клещей. Клещи хорошо растут и развиваются при кормлении плесневыми грибами Trichoderma viride и Rhizopus nigricans (Farahat, 1966). Для поддержания нужного уровня влажности на дно ка­мер кладут кусочки влажной фильтровальной бумаги, которые меняют вместе с кормом через каждые 2 суток. Для культивиро­вания отдельных групп клещей рекомендуют раздые темпера- 135 туры — от 7 до 25°. Оптимальная температура определяется эм­пирически, в соответствии с температурным режимом тех почв, откуда взят исходный материал.

Во мноґих случаях как популяции почвенных беспозвоночных одного вида, так и смешанные популяции разных видов в тече­ние длительного времени можно содержать в вегетационных со­судах, засаженных растениями. В этом случае в сосуде должен быть обеспечен дренаж, полив должен производиться по весу не только через поверхность почвы, но и глубинный, через дренаж­ные трубки, согнутые у нижней границы почвы под прямым углом. Оптимальная влажность почвы для содержания большин­ства почвенных беспозвоночных 50—60% от полной влагоем- кости.

Для наблюдений над почвенными беспозвоночными, поведе­нием более крупных почвенных беспозвоночных удобны рамки из двух параллельных стекол, устанавливаемых на расстоянии около 1 см друг от друга; узкие стенки и дно таких сосудов — рамок делаются из дерева. Такие рамки устанавливаются с не- большим, наклоном (около 15°). Между стеклами засыпают почву, в, которую высаживают растения и выпускают испытуе­мых беспозвоночных. Корневые системы и положительные гео- тактичные. беспозвоночные обычно располагаются у нижнего стекла. Стекла затемняют на время между наблюдениями дере­вянными щитами или черной бумагой. Различные модификации- этого метода описаны М. С. Гиляровым (1949).